這是電泳分析中zui常見的問題，多數(shù)是由于血清滴加不均勻或滴加過多，也有因薄膜質量不合要求所致。點樣這一步非常關鍵，一定要按操作步驟進行。首先選擇質勻、孔細、染料吸附少的薄膜充分浸透緩沖液至濕度均勻無干白點。然后將濾紙吸去薄膜表面的多余水份，使薄膜含水量飽和均勻，這樣才能防止薄膜表面液體含量不均，水份移動而引起標本移位。

點樣前注意關閉門窗和風扇，因空氣流通快可使標本和水份蒸發(fā)而影響電泳圖形。點樣要力求做到均勻迅速，有報道，在實踐中把加樣器干沾血清，改為沾取標本前先浸入蒸餾水中沾濕用吸水紙吸干后再沾血清，這樣加樣器內(nèi)均勻沾取血清的效果較干沾為佳。

 

問題是由于點樣后薄膜過干，或因電泳槽密閉性不良，或電流過大，溫度升高，薄膜水份蒸發(fā)干燥而造成的。因此薄膜一定要充分浸透后才能點樣，并注意檢查電泳槽是否蓋緊，電泳槽要放在遠離光源熱源的陰涼之處。

在電泳過程中隨時觀察電壓電流的變化，因通電后產(chǎn)生一定的熱量，電流會有所增加?？刂齐妷?00~110 V，電流0.5~0.6 mA/cm，電泳時間一般冬長夏短，以區(qū)帶展開3.5~4 cm 即可（另加一條溴酚藍預染血清，同樣操作，指示區(qū)帶展開的距離）。

 

緩沖液的離子強度低于0.05即出現(xiàn)區(qū)帶拖尾現(xiàn)象，離子強度>0.075則區(qū)帶過于緊密。此時需要檢查更換緩沖液。常規(guī)操作一般使用連續(xù)電泳*鹽緩沖液pH8.6，離子強度0.06。電泳槽中緩沖液經(jīng)10次使用后，不應簡單地采取交換電極的方法，而是將緩沖液取出重新混合過濾后，再進行使用，一般用4個周期后需更換新液。

王祖植通過實驗說明，離子強度愈低，區(qū)帶展開愈長，電泳速度愈快。電泳區(qū)帶展開的距離也跟薄膜數(shù)量有關。在教學實驗中，經(jīng)常發(fā)現(xiàn)薄膜愈少，展開的距離愈短，區(qū)帶愈清晰的現(xiàn)象。在儀器輸出電壓相同的情況下，薄膜愈少，加在薄膜兩端的電壓愈高，電壓高會使展開的長度縮短。只要薄膜數(shù)量在5條以上，即可使圖譜展開長度有較好的重現(xiàn)性。

 

這是薄膜兩邊電阻不一樣，電阻大的一邊電流小，速度慢，區(qū)帶展開短。造成這種現(xiàn)象的原因是薄膜未緊壓在電泳槽的濾紙橋上，使薄膜接觸不良而增大了電阻。在操作過程中，一定要注意使薄膜兩端緊壓在濾紙橋上。

 

這是電滲作用引起的。可升高點樣端的緩沖液面高度或適當加大電流量克服之。

 

有些同學在實驗中往往急于求成，染色時間未到便匆忙取出薄膜漂洗，結果造成了白蛋白區(qū)帶中間色淺的現(xiàn)象。造成這種現(xiàn)象的另一個原因是白蛋白含量過高?？稍黾尤旧珪r間或減少點樣量解決之。

 

陳舊標本可使區(qū)帶分離清晰度大為降低。應盡量當日標本當日做，zui多不超過2天。另外標本不可溶血，因溶血標本中血紅蛋白與β球蛋白的電泳區(qū)帶相重迭。可造成β球蛋白含量升高而蛋白質含量相對減少的結果。

 

這是染色液陳舊所致，染色液存放和使用過久，會降低蛋白質結合染料的能力。發(fā)現(xiàn)正在使用的染液已陳舊時，應立即全部棄去，更換新液。

 

薄膜未干或透明液中醋酸含量不足可造成膜發(fā)白而不能達到透明的目的，應將薄膜晾干，適當增加透明液的醋酸濃度。

 

室內(nèi)溫度過高或透明液醋酸濃度過高均可使膜溶解。可采用適當降低透明液醋酸濃度的辦法來解決。